I- Affections du jabot chez le jeune oiseau

Le jabot est une dilatation de l'œsophage située directement sous la peau juste à proximité de l'entrée de la cavité thoracique. Il est bien développé chez les oiseaux granivores, peu développé chez les oiseaux de proie et inexistant chez de nombreux passereaux, insectivores et piscivores. Le jabot sert de chambre de stockage permettant un apport continu en aliments au tractus gastro-intestinal. Bien que la nourriture contenue dans le jabot soit prédigérée grâce à la salive et aux sucs gastriques amenés par un mouvement œsophagien rétrograde, il n'y a pas de réelle production de liquide digestif ou d'enzymes par la muqueuse du jabot.

II- Brûlure et perforation du jabot

Les brûlures du jabot sont malheureusement courantes chez les jeunes nourris à la main, et causées par un produit de gavage trop chaud (souvent réchauffé au micro-onde sans contrôle de température). La brûlure de la muqueuse du jabot peut entrainer une nécrose de sa paroi ainsi que du mince tissu sous-cutané le recouvrant. Il peut en résulter une fistule ou un trou faisant communication entre le jabot et l’extérieur du corps, laissant échapper de la nourriture sur le plumage. Des lésions traumatiques du jabot causées par la sonde de gavage sont également possibles, dont la perforation. Le traitement des nécroses par brûlure et perforations est chirurgical.

III- Infection du jabot

Les jeunes au système immunitaire encore incompétent sont prédisposés aux infections de jabot, par des bactéries opportunistes, des infections fongiques (Candida albicans, Macrorhabdus ornithogaster), ou des parasites (Trichomonas spp…). Ces infections sont principalement rencontrées lors de mauvaises conditions d’hygiène (en particulier dans la conservation des produits de gavage et nettoyage des ustensiles), une température insuffisance dans l’incubateur ou un produit de gavage trop froid, favorisant les stases du jabot et les fermentations. Le diagnostic est réalisé par analyse cytologique et culture bactériologique et mycologique. Le traitement est étiologique.

IV- Stase et impaction du jabot

La stase du jabot est fréquemment observée chez les jeunes en pré-sevrage, mais elle peut également être observée chez les oiseaux adultes (principalement les poules). Les causes sont nombreuses et un processus obstructif doit être différencié d’un processus paralytique. Un iléus généralisé peut être provoqué par une maladie systémique, un retard de croissance, un corps étranger, une hypothermie, une intoxication aux métaux lourds ou une déshydratation. Une anomalie primaire du jabot est également possible (atonie par étirement, ingluvite infectieuse, impaction alimentaire, brûlures). Des facteurs alimentaires peuvent également être impliqués (par exemple aliments froids, secs, épais, visqueux, suralimentation).

Références

1. Doneley B, Avian Medicine and Surgery in Practice, 2nd Edition, Boca Raton, FL : CRC Press ; 2016
2. Samour J, Avian Medecine, 3rd Edition, St. Louis, Missouri : Elsevier Ltd ; 2016.
3. Speer BL, Current Therapy in Avian Medicine and Surgery, St. Louis, Missouri : Elsevier Ltd ; 2016.

I- Introduction

Les propriétaires d'animaux exotiques doivent être informés des besoins généraux de leur animal en matière d'environnement et d'élevage, de besoins nutritionnels, de mesures d'hygiène nécessaires ainsi que du comportement normal de l’espèce. Pour de nombreux animaux exotiques, des insuffisances dans l'un ou l'autre de ces domaines peuvent conduire à des états pathologiques qui peuvent réduire de manière significative la qualité et la durée de leur vie. 

II- Généralité

1. Déroulement de la consultation d’acquisition

La première étape du bilan de santé est le questionnement du propriétaire sur l’espèce, l’origine de l’animal, son installation détaillée (lieux, taille, organisation, substrat, cachettes, température, UVB, contrôle des paramètres d’ambiance, gradient de température et d’UVB). L’idéal est de demander aux propriétaires de venir avec des vidéos ou photos de l’installation, les boites du matériel et l’alimentation. Puis un examen physique complet est réalisé et un plan alimentaire, environnemental ainsi que les tests de dépistage recommandés pour l'espèce en question sont à réaliser.

2. Recommandations environnementales

• Le substrat utilisé varie généralement en fonction de l’espèce, de la taille de l’animal et de l’utilité du matériau. Les substrats non particulaires (journaux, serviettes, papier, tapis) sont très faciles à nettoyer, moins chers mais peu attrayant dans une enceinte naturaliste. Ils ne conviennent pas aux espèces qui creusent comme le pogona ou la tortue horsfieldii. Les substrats trop acides, trop basiques, trop secs, trop humides ou sales contribuent à des affections dermatologiques et respiratoires chez les reptiles captifs. Il faut toujours prévoir une zone de carrelage, de roche lisse ou de moquette pour y mettre l’alimentation et réduire le risque d’ingestion accidentelle de substrat.
• Les méthodes de régulation de l’eau varient selon les groupes de reptiles. Fournir des niveaux d’humidité appropriés sans encourager la croissance bactérienne et fongique peut être difficile. Une boite de peau humide peut être créée en utilisant un conteneur en plastique avec couvercle et un trou découpé pour que l’animal puisse entrer.  
• Les reptiles sont ectothermes. Ils dépendent de la température de leur environnement pour réguler leur propre température corporelle. La plupart des espèces ont une plage de température optimale préférée (POTR) à laquelle ils prospèrent. Pour la plupart des espèces, les températures nocturnes ne devraient pas descendre à moins de 21°C.  
• La photopériode est importante pour les reptiles. La durée du jour doit correspondre à l’éclairage naturelle de l’extérieur. La photopériode est ainsi plus longue en été (12h). L’exposition aux UVB provoque le développement cutané de la vitamine D3, permettant l’absorption du calcium à partir du tractus intestinal. Sans exposition aux UVB, l’hyperparathyroïdie secondaire nutritionnelle est une séquelle fréquente.  

3. Recommandations alimentaires

• Les carnivores comprennent tous les serpents et les crocodiliens, la plupart des varans et des tégus, les lézards venimeux (Heloderma spp), de nombreux autres lézards, y compris les geckos léopard (Eublepharis macularius) et la plupart des caméléons (certaines espèces consomment occasionnellement des végétaux). Les omnivores comprennent la plupart des tortues et des lézards, tels que les tortues-boîtes, les tortues aquatiques, les dragons barbus (Pogona vitticeps), les dragons d'eau chinois (Physignathus coco) et les scinques à langue bleue (Tiliqua spp). De nombreux omnivores changent de préférences alimentaires au cours de leur vie. Carnivores lorsqu'ils sont jeunes, ils intègrent davantage de végétaux dans leur régime alimentaire en vieillissant. Les herbivores comprennent les tortues, les iguanes verts (Iguana iguana) et d'autres (Ctenosaurus spp, Cyclura spp), les Uromastyx spp, les chuckwallas (Sauromalus spp) et les scinques à queue préhensile (Corucia zebrata) (Donoghue 2006).
• Les lézards et tortues herbivores devraient manger un mélange de feuilles vert foncé, comme les feuilles de chou, les feuilles de moutarde, les feuilles de navet, les feuilles de pissenlit, la scarole, l'endive et le cresson, les feuilles de navet. Les apports en calcium et phosphore doivent être suffisants en quantité mais doivent également respecter un rapport phosphocalcique compris entre 1 et 2. Le « gut-loading » est utilisé pour enrichir la teneur en vitamines et oligo-éléments des insectes achetés dans le commerce.

III- Bilan de santé, recommandations environnementales et nutritionnelles chez les tortues

Les tortues les plus souvent rencontrées en consultation sont les tortues méditerranéennes dites tortues de jardin (Testudo hermanni hermanni, Testudo hermanni boettgeri, Testudo graeca, Testudo ibera et Testudo marginata), la tortue russe (T. horsfieldii), tortue boite nord américaine (Terrapene carolina), les tortues aquatiques nord-américaines (Trachemys scripta), l’Emyde à cou rayé (Mauremys sinensis), la Cinosterne carénée (Sternotherus carinatus), la Péluse de Schweigger (Pelusios castaneus) et Pelomeduse roussâtre (Pelomedusa subrufa).

1. Tortues terrestres

• Les tortues de petite taille sont installées en terrarium. Concernant la taille du terrarium, la carapace ne doit pas dépasser 25 % de la surface de l'enclos. Une installation en enclos extérieur si la région le permet est idéale pour les tortues dites de jardins. Les tortues peuvent bien se débrouiller dans des enclos conçus à partir de bois, de clôtures de jardins ou de briques. Une grille métallique sur le dessus est nécessaire pour dissuader les prédateurs tout en permettant toujours l’accès à la lumière naturelle du soleil.
• Les tortues terrestres ont tendance à bien se porter sur des substrats meubles tels que le paillis de cyprès. Les tortues hébergées à l'extérieur doivent principalement brouter de la végétation et de l'herbe. Lorsqu'elles sont gardées à l'intérieur, du foin d'herbe peut être proposé en plus de la portion de verdure proposée quotidiennement.

2. Tortues aquatiques 

Les étangs extérieurs sont préférables pour les tortues aquatiques. Mais une clôture enfouie dans le sol est nécessaire afin d’éviter qu’en creusant, elles ne s’échappent. Dans les régions où les nuits et hivers sont froids, des abris chauffés devraient être installées. Une zone de terre ferme devrait être installée à condition que l’animal puisse facilement y accéder pour se prélasser et se sécher. L’eau doit avoir une excellente filtration et des changements d’eau réguliers doivent être effectués.  

IV- Bilan de santé, recommandations environnementales et nutritionnelles chez les lézards

• Les espèces les plus fréquemment rencontrés en consultation sont l’Iguane vert (Iguana iguana), le Dragon d’eau (Physignathus cocincinus), l’Agame barbu (Pogona vitticeps), le scinque à langue bleue (Tiliqua scincoides), le gecko léopard (Eublepharis macularius), le gecko à crête (Rhacodactylus ciliatus), le gecko géant de Madagascar (Phelsuma grandis), le caméléon casqué du Yemen (Chamaeleo calyptratus), le caméléon panthère (Furcifer pardalis) et le varan des savane (Varanus exanthematicus).
• Pour les lézards, les recommandations minimales du box sont que le terrarium doit être deux fois plus long et une fois plus large que la longueur du lézard et, pour les espèces arboricoles, au moins deux fois plus hautes que la longueur du lézard. Les substrats particulaires sont dangereux car les jeunes lézards, comme l’iguane, ont tendance à explorer leur environnement avec leur langue. Une des litières les plus populaires est le sable de calcium. Bien que ces produits soient vendus en tant que litière digestible et source de calcium, de nombreux auteurs rapportent des cas d’impaction digestive avec ce sable.
• Les lézards carnivores mangent une grande variété de proies. Ils doivent être nourris d'une variété d'insectes, en plus des rongeurs et des oiseaux pour les grandes espèces. La plupart des autres lézards carnivores tels que les geckos et les caméléons, sont insectivores.

V- Bilan de santé, recommandations environnementales et nutritionnelles chez les serpents

• Les serpents les plus fréquemment rencontrés en consultation sont : le Serpent des blés (Pantherophis guttatus), le serpent roi (Lampropeltis getulus), le python royal (Python regius), le python vert (Morelia viridis), le python molure (Python molurus), le python réticulé (Malayopython reticulatus) et le boa constricteur (Boa constrictor)
• Les recommandations de taille du vivarium pour les serpents sont que la longueur et la largeur de l'enclos doivent être au moins égales à la longueur du serpent. Chez les serpents, des substrats bioactifs sont de plus en plus utilisés. Le substrat doit avoir au moins 6,5 cm de profondeur. Pour maintenir l’humidité nécessaire à l’espèce, un coin avec une litière humide peut suffire chez le serpent. Les sources de chaleur au sol sont à privilégier chez les serpents (tapis ou cordon chauffant). Mais ils doivent être installés de manière appropriée pour éviter les brûlures (sous le terrarium).
• Les serpents sont des carnivores qui se nourrissent de proies entières. Selon l'espèce, il peut s'agir d'une variété de rongeurs, d'oisillons, de poissons de grenouilles, de crapauds, de lézards, ou même d'œufs, de vers et d'insectes. La plupart des serpents sont généralement nourris une fois par semaine à une fois par mois, en fonction de leur taille et de leur stade de vie.
• Un focus sur les principales espèces rencontrées en clientèle sera réalisé lors de la présentation.

VII- Conclusion

Pour prévenir les maladies des reptiles, conseils environnementaux et revue de l’alimentation sont essentiels lors du bilan d’acquisition. L'élaboration de plans de santé sur mesure est une occasion idéale pour les vétérinaires d'offrir à leurs propriétaires des conseils de qualité et de renforcer le lien client-vétérinaire.

Bibliographie

1. Sutherland M, Baron H, Llinas J. Recommended Health Care and Disease-Prevention Programs for Herds/Flocks of Exotic Animals. Vet Clin Exot Anim. 2021 ; 24 : 697–737.
2. Jacobson ER, Morris P, Norton TM. Quarantine. J Herpetological Med Surg. 2001 ; 11 : 24–30.
3. Kubiak M. Detection of agamid adenovirus-1 in clinically healthy bearded dragons (Pogona vitticeps) in the UK. Vet Rec 2013 ;172 :75.
4. Marschang RE. Viruses infecting reptiles. Viruses 2011 ; 3 : 2087–126.
5. Marschang RE. Reptile virology: understanding the methods and their interpretation. In : ExoticsCon Proc Session 142. 2015. p. 583–7. Association of Reptile Veterinarians, San Antonio Texas.
6. Wilkinson SL. Reptile Wellness Management. Clin Exot Anim. 2015 ; 18 : 281–304.
7. Barten SL. Lizards. In : Mader DR, editor. Reptile medicine and surgery. St Louis (MO) : Saunders ; 2006. p. 59–77.
8. Barten SL, Fleming GJ. Current herpetologic husbandry and products. In : Mader DR, Divers SJ, editors. Current therapy in reptile medicine and surgery. St Louis (MO) : Elsevier Saunders ; 2014. p. 2–12.
9. Baines FM. How much UVB does my reptile need ? The UV-Tool, a guide to the selection of UV lighting for reptiles and amphibians in captivity. J Zoo Aqu Res. 2016 ; 4(1) :42-63.
10. Donoghue S. Nutrition. In : Mader DR, editor. Reptile medicine and surgery. St Louis (MO) : Saunders ; 2006. p. 251–98.