I- Introduction

Dans le contexte des maladies infectieuses, les examens complémentaires sont principalement représentés par des tests utiles pour confirmer la présence d’un agent infectieux dans l’organisme (cytologie, culture, examen des selles, PCR et tests antigéniques), ou par des tests visant à rechercher une exposition à un agent pathogène (recherche d’anticorps). Néanmoins, la recherche d’anticorps est particulièrement imparfaite car les anticorps peuvent persister longtemps après la résolution d’une infection ; la présence d’anticorps ne confirme pas le rôle de l’agent pathogène à l’origine des signes cliniques observés ; le résultat peut être faussement négatif en cas d’infection (hyper-)aigüe ; les animaux immunodéprimés peuvent être incapables de monter une réponse anticorpale. De ce fait, le choix des tests complémentaires en infectiologie dépendra de plusieurs facteurs, incluant l’agent infectieux en question, leur disponibilité et leurs caractéristiques intrinsèques. Ces dernières sont principalement représentées par : La sensibilité d’un test, soit la capacité d’un test de détecter un échantillon positif (majeure est la sensibilité d’un test, mineur sera le taux de faux-négatifs; La spécificité, soit la capacité d’un test de détecter un échantillon négatif (majeure est la specificité d’un test, mineur sera le taux de faux-positifs); La valeur prédictive négative (VPN), soit l’habilité d’un test de prédire l’absence d’une maladie; La valeur prédictive positive (VPP), soit l’habilité d’un test de prédire la présence d’une maladie. A noter que la VPP et la VPN sont influencées par la prévalence de la maladie en question.

II- Aperçu des principales techniques diagnostiques en infectiologie

1. La cytologie

La cytologie est un outil diagnostic pouvant être utile dans le diagnostic de différentes maladies infectieuses, incluant celles bactériennes, parasitaires, mycotiques et vectorielles. Toutefois, l’absence de visualisation d’un agent infectieux au sein de l’échantillon analysé (sang, selles, urines, fluides, cyto-ponction) ne permet pas d’infirmer une maladie infectieuse. La cytologie est alors un examen parfois peu sensible et avec une faible VPN.

2. La recherche d’antigènes

Un résultat positif à ces tests généralement confirme la présence d’un agent infectieux au sein de l’organisme. Toutefois, leur VPP est parfois faible. Par exemple, nombreux chats et chiens sains sont positifs pour la présence d’antigènes de Giardia duodenalis dans les selles (haute prévalence). De ce fait, un test antigénique positif dans les selles d’un animal ayant une diarrhée n’est pas un reflet de causalité.

3. La PCR

Cette technique est généralement considérée comme une des plus sensible (faible taux de faux-négatifs). Toutefois, sa sensibilité dépend de l’échantillon (plus faible dans les selles) et, dans certains cas, sa VPP est faible (la PCR étant capable de détecter à la fois les organismes vivants et non-vivants, ou inactifs). Par ailleurs, sa spécificité est fortement influencée par la méthode de collection de l’échantillon et par les procédures aux laboratoires (risque de contamination de l’échantillon). De plus, les résultats d’une PCR sont à interpréter en fonction du statut vaccinal de l’animal (certaines PCR amplifiant à la fois les souches pathogènes et celles vaccinales) et de la prévalence de l’agent infectieux au sein d’une population (par exemple, une PCR positive pour Herpesvirus ou Calicivirus sur un écouvillon conjonctival d’un chat présentant une atteinte oculaire/respiratoire haute ne preuve en aucun cas le rôle de ces agents dans le développement des signes cliniques).

4. La sérologie (recherche des anticorps)

Dans le cadre de la sérologie, la chronologie de la réalisation d’un test anticorpal est cruciale pour son interprétation. A titre d’exemple, les titres sérologiques des chiots et des chatons ne peuvent généralement pas être interprétés avant 8-12 semaines d’âge, en raison de la présence d’anticorps maternels transmis avec le colostrum. De plus, si un test sérologique recherchant uniquement des IgG est utilisé, un résultat faux-négatif est possible pendant les 2 premières semaines post-infection. Dans ce cas, la documentation d’une séroconversion (test résultant positif environ 15 à 21 jours après la réalisation du premier) ou de l’augmentation du titre anticorpal sont nécessaires pour le diagnostic. D’un autre côté, un résultat positif est à interpréter en fonction du tableau (clinique, biologique et paramédical) global, puisqu’une sérologie positive ne prouve pas la présence d’un agent infectieux, mais uniquement une exposition (récente ou ancienne) à ce dernier. A titre d’exemple, certains chats peuvent avoir des titres sérologiques pour Toxoplasma gondii très élevés (supérieurs à 1 :16384) des années après avoir été infectés. Dans ce cas, la différenciation des IgM versus IgG peut être utile au diagnostic.

III- Diagnostic des principales maladies infectieuses du jeune animal

1. La parvovirose

Les principaux tests utilisés pour le diagnostic de la parvovirose sont l’ELISA (recherche d’antigènes fécaux) et la PCR sur selles. Les tests antigéniques disponibles pour le chien sont également réalisables chez le chat. La PCR est à privilégier, compte-tenu de la très faible sensibilité des tests ELISA, mais également de leur spécificité imparfaite (les tests ELISA pouvant être faussement positifs les 10 jours suivant la vaccination chez le chien et les 15 jours suivants chez le chat). Une étude récente portant sur 150 chiens a évalué les caractéristiques intrinsèques de 8 tests ELISA pour la parvovirose réalisables au chevet du patient, en les comparant à la PCR sur selles (« gold standard » de l’étude). Les 8 tests avaient une spécificité et une VPP de 100% (absence de faux positifs). Toutefois, la sensibilité de ces tests était très faible (grand nombre de faux négatifs), variant entre 22,9% et 34,3%. Chez le chat, une étude plus ancienne a rapporté une VPP des tests antigéniques fécaux variant entre 38,9% et 100% et une VPN variant entre 97,4% et 98,4%. La PCR, quant à elle, peut présenter une spécificité imparfaite, découlant principalement de la chronologie vaccinale. A ce sujet, Segev et al. (2022) ont évalué 44 chiots avant vaccination et 16 chiots après vaccination avec un vaccin vivant atténué. Avant vaccination, uniquement 1/44 chiot était positif pour le parvovirus, tandis que 10 jours après la première injection jusqu’à 62% des 16 chiots était positif sur selles pour le parvovirus. Toutefois, 12 jours et 28 jours après la deuxième injection, 12/16 chiots étaient négatifs.

2. La giardiose

Giardia duodenalis est un protozoaire fréquemment rencontré chez les chiens et les chats, étant la plupart du temps sous-clinique mais pouvant également induire une diarrhée aigüe ou chronique. Son diagnostic de certitude est néanmoins difficile pour l’imperfection des tests complémentaires à notre disposition (par exemple, la flottation est limitée par la présence peu fréquente des trophozoïtes dans les selles diarrhéiques et par une excrétion protozoaire intermittente. Afin d’augmenter la sensibilité des tests diagnostiques pour la giardiose (sans pour autant pouvoir en assurer la VPP), le « Companion Animal Parasite Council » conseille d’utiliser à la fois la flottation et un test rapide dans la pratique courante (et malgré le fait qu’aujourd’hui le test retenu le plus sensible soit l’immunofluorescence (IF)).

3. La trichomonose

Le diagnostic de la trichomonose repose sur différentes techniques, incluant l’analyse au microscope d’un étalement fécal, la culture fécale en milieu spécifique (inPouch TF Feline ND) et la PCR sur selles. Toutefois, la sensibilité des deux premières techniques est faible (14% pour l’examen des selles et 55% pour la culture fécale), tout comme leur spécificité (due à l’impossibilité de différencier T. fœtus de Pentatrichomonas hominis, ce dernier non pathogène chez le chat). Par ailleurs, des co-infections avec G. duodenalis sont rapportées dans le 22% à 54% des cas, et la différenciation des trophozoïtes des deux protozoaires est délicate. De ce fait, la PCR est aujourd’hui la méthode de choix. Toutefois, la sensibilité de cette dernière dépend de la méthode de prélèvement (augmentant lorsque les selles sont prélevées par lavement du colon proximal à l’aide d’une solution stérile de NaCl 0,9% et envoyées au laboratoire rapidement et sans couverture de froid).

4. La coronavirose systémique

Dans le parcours diagnostic, les examens complémentaires de première intention doivent inclure une analyse urinaire, un hémogramme, une biochimie sanguine et un test FIV/FeLV. Ensuite, d’autres examens complémentaires sont nécessaires afin de confirmer/infirmer le diagnostic.

a) L’examen physico-chimique et cytologique du liquide d’épanchement

En aucun moment la présence d’un liquide d’épanchement macroscopiquement jaunâtre est diagnostique d’une « PIF ». Généralement, ce liquide aura les caractéristiques d’un transsudat modifié (cellularité < 5 x 109 cells/L) riche en protéines (> 35 g/L). Lors de l’examen cytologique, une inflammation pyo-granulomateuse (polynucléaires neutrophiles et macrophages) est retrouvée, bien que des épanchements chyleux aient également été rapportés.

b) La sérologie (recherche d’anticorps sur sang périphérique)

La sérologie n’a pas de place dans le diagnostic de la « PIF » (qu’elle soit réalisée sur sérum ou fluides), car les anticorps peuvent être retrouvés chez des chats sains, chez des chats malades (mais sans « PIF »), tout comme chez des chats ayant une « PIF ». La sérologie souffre également d’un manque de spécificité, surtout lors de formes nerveuses. 

c) La RT-PCR

La recherche du FCoV par PCR (amplifiant le gène pour la protéine « M ») peut être réalisée sur sang, fluides (effusions, liquide cérébro-rachidien (LCR), humeur aqueuse), sur cytoponction ou sur un tissu. Son utilisation sur un échantillon fécal n’a aucune utilité dans le cadre de la démarche diagnostique de la « PIF », car jusqu’à 90% des chats sont positifs puisque porteurs du virus. Par ailleurs, il est à surligner que la détection du FCoV sur sang périphérique, fluide ou tissu n’est pas forcément diagnostique d’une « PIF », puisque le FECV (non virulent) peut être retrouvé dans ces échantillons. Une PCR spécifique pour la mutation de la protéine « S » est également disponible. Toutefois, sa sensibilité et sa spécificité sont controversées et il est déconseillé de réalisée cette technique de façon isolée (une PCR « multiplex », recherchant à la fois le FCoV et son éventuelle mutation de la protéine « S », est à privilégier). 

d) L’immunocytochimie et l’immunohistochimie

Ces techniques permettent la visualisation du complexe anticorps-cellule exprimant l’antigène du FCoV. L’IHC est à ce jour le « gold standard » pour le diagnostic de la « PIF ». Elles peuvent être réalisées sur les fluides et cytoponctions (ICC), ou sur du tissu (IHC). A noter toutefois que la sensibilité est imparfaite, un résultat négatif n’écartant pas la maladie. 

Bibliographie

1. Gookin JL et al. The conundrum of feline Trichomonosis :The more we learn the ‘trickier’ it gets. J Fel Med Surg 2017;19: 261-274.
2. Lappin MR. Infectious Disease Diagnostic Assays. Top Companion Anim Med 2009;24 :199-208.
3. Neuerer FF et al. Comparison of different in-house test systems to detect parvovirus in faeces of cats. J Fel Med Surg 2008;10: 247-251.
4. Segev G et al. Effect of sampling site on the diagnosis of canine parvovirus infection in dogs using polymerase chain reaction. J Vet Intern Med 2022;36: 591-598.
5. Thayer V et al. 2022 AAFP/EveryCat Feline Infectious Peritonitis Diagnosis Guidelines. J Fel Med Surg 2022;24: 905-933.
6. Walter-Weingärtner J et al. Comparison of Eight Commercially Available Faecal Point-of-Care Tests for Detection of Canine Parvovirus Antigen. Viruses 2021; 13: 2080.

I- Introduction

Le développement du jeune, chiot et chaton notamment, s’accompagne d’adaptations physiologiques qui vont avoir des répercussions sur les données biologiques de ces animaux. Le but de cette présentation est d'exposer ces principales particularités hématologiques du jeune et leurs répercussions sur l’interprétation de ces variables biologiques. Il faut noter que les articles concernant ces données sont peu nombreux et basés souvent sur de faibles effectifs en utilisant souvent des chiots ou chatons d’une même race.

Des intervalles de références seront donnés mais restent à interpréter avec précaution, car ces intervalles ont été parfois construits sur des chiots ou des chatons d’une même race et/ou sur de faibles effectifs. Il faut également rappeler que les intervalles de référence devraient être construits pour chaque type d’automate ; les intervalles de référence pour une même variable biologique pouvant varier selon la méthode analytique utilisée.

II- Lignée rouge

Le nombre de globules rouges (GRs), la concentration en hémoglobine (Hgb) et l’hématocrite (Hct) sont significativement plus bas chez le jeune que chez l’adulte puis remontent progressivement lors de la croissance de l’animal. Plus précisément, il est rapporté que ces paramètres diminuent après la naissance pour atteindre un minimum autour de 2 semaines pour GRs, et de 4 à 6 semaines pour l’Hgb et l’Hct pour ensuite augmenter progressivement. Dans une étude incluant des Beagles et des Labradors Retrievers 1, ces variables biologiques atteignent les intervalles de l’adulte à l’âge d’un an. Ces paramètres sont rapportés comme atteignant l’intervalle de référence de l’adulte entre 2 et 6 mois chez le chaton.

En raison de la présence d’érythrocytes fœtaux, plus gros que les érythrocytes produits après la naissance, le volume globulaire moyen (VGM) est plus élevé chez le chiot et le chat. Le VGM diminue ensuite progressivement au fur et à mesure que les érythrocytes fœtaux disparaissent  ; le VGM atteint l’intervalle de référence de l’adulte entre 2 et 4 mois.

La concentration corpusculaire moyenne en hémoglobine (CCMH) et la teneur moyenne en hémoglobine (TCMH) sont similaires entre le jeune et l’adulte dans la majorité des études publiées.

En raison d’une érythropoïèse soutenue, le nombre de réticulocytes est rapporté comme plus élevé chez le chiot (pas de données chez le chaton) durant les deux premiers mois. Le nombre de réticulocytes diminue ensuite pour atteindre les valeurs de l’adulte vers l’âge de 5 à 6 mois.

Conséquence clinique :

Une anémie régénérative pourra être faussement diagnostiquée chez le jeune (moins de 2 à 4 mois) si les intervalles de référence de l’adulte sont utilisés pour interpréter les résultats d’une numération-formule.

III- Lignée blanche

Le comptage leucocytaire des chiots et chatons se situe généralement dans l’intervalle de référence de l’adulte.

Chez le chiot, le comptage de granulocytes neutrophiles segmentés se situe dans le même intervalle de référence que chez l’adulte et ce, dès à la naissance. Le nombre de lymphocytes est lui souvent plus élevé chez le chiot que chez l’adulte  ; les chiots de moins de 6 mois ont ainsi souvent un comptage en lymphocytes dépassant les 2000 lymphocytes/uL avec des comptages atteignant 10 000 lymphocytes/uL

Une étude de 1973 rapporte la présence de granulocytes neutrophiles non segmentés chez des chiots de 0 à 3 jours.

Chez le chaton, le comptage leucocytaire et celui des lymphocytes sont souvent au-dessus de l’intervalle de référence de l’adulte entre 2 et 4 mois d’âge. Ces comptages sont revenus dans l’intervalle de référence de l’adulte vers l’âge de 5-6 mois.

IV- Lignée plaquettaire

Il n’est pas rapporté de différences entre le jeune et l’adulte pour les paramètres plaquettaires chez le chien et le chat.

Tableau 1

Bibliographie

1. Bird KE, The Hematologic and Lymphoid Systems, in Small animal pediatrics: the first 12 months of life, p306-327, Michael E. Peterson, Michelle Anne Kutzler. – 1st ed. Elsevier Saunders
2. O’Brien MA, McMichael MA, Le Boedec K, Lees G. Reference intervals and age-related changes for venous biochemical, hematological, electrolytic, and blood gas variables using a point of care analyzer in 68 puppies. J Vet Emerg Crit Care (San Antonio). 2014; 24(3):291–301.
3. Rørtveit R, Saevik BK, Eggertsdóttir AV, Skancke E, Lingaas F, Thoresen SI, Jansen JH. Age-related changes in hematologic and serum biochemical variables in dogs aged 16–60 days. Vet Clin Pathol. 2015 Mar; 44(1):47–57. doi: 10.1111/
4. Rosset E, Rannou B, Casseleux G, Chalvet-Monfray K, Buff S. Age-related changes in biochemical and hematologic variables in Borzoi and Beagle puppies from birth to 8 weeks. Vet Clin Pathol. 2012 Jun; 41(2):272-82. doi: 10.1111
5. Shifrine M, Munn SL, Rosenblatt LS, et al. Hematologic changes to 60 days of age in clinically normal Beagles. Lab Anim Sci 1973; 23:894 – 898.
6. von Dehn B. Pediatric clinical pathology. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 2014 Mar; 44(2):205-19. doi: 10.1016