I- Introduction : Dermatologie du jeune

Les dermatophyties ou dermatophytoses sont des affections fongiques superficielles provoquées par la multiplication de dermatophytes kératinophiles sur l’épiderme, les poils et les griffes.

Il existe de nombreuses formes cliniques et les présentations peuvent être trompeuses. Le potentiel zoonotique est élevé, particulièrement lors d’infestation sur des chatons ou des chiots. Il est donc important d’adopter une démarche méthodique, tant dans le diagnostic que dans le traitement et le suivi afin d’optimiser la prise en charge.

II- Biologie et épidémiologie [1]

Les dermatophytes sont des champignons kératinophiles, c’est à dire qu’ils infectent les parties kératinisées de la peau et des phanères : l’épiderme, les poils, les griffes.

Il existe trois groupes de dermatophytes selon leur hôte/habitat :

• zoophiles : contamination entre animaux soit par contact direct (le plus souvent), soit via l’environnement par des spores infectantes (mode de transmission moins fréquent). Les dermatophytes zoophiles peuvent contaminer l’Homme;
• antropophiles : contamination interhumaines (direct et via l’environnement). Peu de contamination vers l’animal à priori;
• géophiles : dans les sols, contamination via le comportement de fouissage (plutôt observés chez les chiens, rarement chez les chats), peu de contamination entre individus.

Les carnivores domestiques sont infectés par les genres Microsporum et Trichophyton.

• Microsoporum canis
• Trichophyton mentagrophytes
• Microsporum gypseum

L’invasion se fait via une spore infectante qui produit un filament à la surface de la peau jusqu’à la tige pilaire. La colonisation est dite endo-ectothrix, on note la présence de filaments au centre du poil et d’arthrospores à la périphérie (photo). La tige pilaire est fragilisée et se casse ce qui engendre la contamination de l’environnement ou de l’individu en contact. La colonisation ne concerne que les tissus kératinisés, elle s’arrête donc au-dessus de la région du bulbe au niveau de la frange d’Adamson, ce qui permet au poil de poursuivre sa croissance. La contamination se poursuit ensuite de façon centrifuge.

La contamination se fait le plus souvent par contact direct via un individu contaminé. Les chatons infectés sont particulièrement contagieux. Mêmes si les spores peuvent rester infectantes plusieurs années en condition expérimentales, en réalité on observe que la contamination indirecte via l’environnement est rare une fois que les individus infectés sont traités. En revanche, pour les formes géophiles, la contamination s’opère via l’environnement.

Les facteurs de risque identifiés sont :

• un jeune âge;
• un animal débilité;
• la vie en collectivité;
• un environnement chaud et humide;
• le comportement : chiens de chasse et chiens de travail;
• espèces, races : Persans et Yorkshire terrier prédisposés avec notamment des formes sous cutanées (mycétomes).

III- Formes cliniques

Les présentations cliniques sont variées et peuvent être trompeuses.

La forme classique est une plaque alopécique, squameuse et parfois crouteuse avec une évolution centrifuge. La localisation typique concerne la face et les membres avec une répartition focale ou multicentrique asymétrique. C’est la présentation typique observée lors d’infection à Microsporum canis.

On retrouve également des formes plus inflammatoires appelées kérions, qui se présentent sous la forme de plaques érythémateuses parfois érosives et suintantes.

La forme squameuse : avec un état kératoséborrhéique moins bien délimité, la présence de squames, de manchons pilaires, de comédons. On retrouve cette forme chez les chats à poil long par exemple.

Certaines atteintes sont très localisées : périonyxis par exemple.

Le mycétome : lésion nodulaire profonde unique ou multiple contenant du pus et des grains jaunâtres à orangés. Cette forme est retrouvée plus particulièrement chez le Persan et le Yorkshire terrier et font suite à une inoculation en profondeur.

L’acné du menton est également à considérer comme possible présentation clinique.

IV- Méthodes diagnostiques

1. Au chevet du patient

Examen à la lampe de Wood

Cet examen repose sur la présence d’un métabolite produit par le dermatophyte au sein de la tige pilaire : la ptéridine. La lampe émet des UV de longueurs d’ondes comprises entre 320 et 400 nm et en présence de ptéridine le poil émet une fluorescence vert pomme à bleu très clair. En médecine vétérinaire, seul microsporum canis permet d’observer cette fluorescence dans 30 à 80% des cas selon les études. Attention aux faux positifs : présence de croutes avec fluorescence blanchâtre, application d’antiseptique iodé...

En cas de résultat négatif il est important d’effectuer d’autres examens complémentaires. 

2. Examen microscopique :

Il est possible d’effectuer un examen direct des poils contaminés pour mettre en évidence la présence de filaments mycéliens et de spores. Il est préférable d’effectuer un raclage superficiel pour récolter les poils contaminés et cassants, plutôt que de procéder à une épilation.

3. Examen dermatoscopique

Cette technique, encore peu utilisée en médecine vétérinaire, permet de visualiser dans certains cas la présence de poils contaminés qui apparaissent plus épais et recourbés (dit en virgule]. [2].

4. Examens différés

a) Culture fongique

Il s’agit de l’examen complémentaire de choix pour le diagnostic de cette parasitose. La culture permet de confirmer ou d’exclure une infection ou un portage asymptomatique. Elle permet également de quantifier et de caractériser l’infestation en identifiant précisément l’espèce. La technique est simple puisqu’il s’agit de récolter du matériel infecté à l’aide de carrés de moquette ou d’une brosse à dent (stériles). Le matériel est ensemencé sur gélose de Sabouraud à 25-30°C et la lecture est effectuée en général à 10-15 jours (les prélèvements sont conservés jusqu’à 3 semaines en cas de résultat négatif). L’identification repose sur l’aspect macroscopique des colonies ainsi que l’aspect microscopique (macroconidies et microconidies). Cet examen s’effectue en laboratoire de référence.

Les tests DTM peuvent être effectués à la clinique avec une gélose de Sabouraud contenant du rouge phénol : on observe un changement de couleur du milieu de culture qui passe du jaune au rouge avec l’alcalinisation consécutive au développement du dermatophyte. Attention, de nombreuses erreurs de lecture sont possibles, et il est préférable de confier cette tâche à un laboratoire spécialisé.

b) PCR

Cette technique est récente et repose sur l’identification d’ADN fongique et permet d’identifier et mettre en évidence Microsporum sp et Tricophyton sp.

L’avantage de cette technique est la rapidité de traitement et d’obtention des résultats (48h-72h). Néanmoins, cette technique ne permet pas de différencier un individu infecté malade d’un porteur asymptomatique ou encore d’un portage résiduel sans organisme vivant infectieux à la suite d’un traitement par exemple.

L’utilisation de la PCR peut être intéressante dans le cadre d’une collectivité pour effectuer rapidement des lots de patients sains, suspects ou positifs ou encore pour s’assurer de la bonne guérison : une PCR de suivi négative sur un patient traité est en faveur d’une guérison.

V- Traitements

Le traitement s’organise sur trois axes : traitement topique, traitement systémique et traitement/gestion de l’environnement et des congénères.

1. Traitement topique

Le traitement de choix est l’application de solution d’énilconazole diluée, deux fois par semaine et sans rinçage après application : dilution de 20 ml dans 1 L d’eau soit une concentration à 0,2%. La solution doit être effectuée avant chaque application car celle-ci ne se conserve pas d’une fois sur l’autre.

Cette molécule à une action fongicide et par son action locale et immédiate elle permet également de prévenir la contamination des congénères et de l’environnement.

L’association de miconazole et chlorexidine en shampoing est aussi possible mais l’action est instantanée et sans rémanence contrairement à la solution d’éniconazole [3]

2. Traitement systémique

La molécule à privilégier d’après les données les plus récentes est l’itraconazole à la dose AMM de 5mg/kg/j en semaine alternée pendant la durée du traitement. Cette molécule présente un meilleur profil d’innocuité que le kétoconazole qui ne doit pas être utilisé chez le chat.

Le kétoconazole présente une AMM pour le chien à la dose de 10mg/kg/j pendant la durée du traitement.

L’administration doit être effectuée avec un repas pour une absorption optimale.

Une augmentation des enzymes hépatiques peut être observée avec l’utilisation de ces azolés et plus particulièrement avec le kétoconazole pour lequel des cas d’hépatotoxicité sont rapportés.

La griséofulvine présente également une AMM pour le traitement de la dermatophytose chez le chien et le chat. La dose à utiliser est de 50mg/kg/j en deux prises et non pas 25 mg/kg/j comme indiqué dans le RCP. Cette molécule ne doit pas être utilisée durant la gestation à cause de son effet tératogène, des anomalies de la NFS peuvent être observés, notamment chez le chat FIV.

La vaccination et le lufénuron sont inefficaces. L’application de chlorexidine et de dérivés iodés n’est pas recommandée.

Toute corticothérapie per os ou application de dermocorticoïde est proscrite lors de dermatophytose.

VI- Gestion de l’environnement [4] [5]

Tout d’abord il est important d’isoler si possible les individus malades des individus sains.

La gestion de l’environnement permet de limiter les recontaminations ainsi que les portages qui pourraient engendrer des résultats positifs lors des cultures de contrôle.

Il est recommandé d’utiliser un produit détergent pour nettoyer les surfaces puis l’utilisation de produits désinfectants avec une action antifongique peut être appliquée sur les surfaces et les sols.

Pour le tapis et moquettes il est recommandé d’aspirer puis de procéder à un nettoyage à la vapeur ou à l’aide d’une shampouineuse.

Enfin, pour les textiles il est conseillé de bien séparer les textiles contaminés, d’effectuer un cycle long même à froid suivi d’un séchage au sèche-linge avec utilisation de produit lavant usuels. 

VII- Suivi du traitement

Le suivi est clinique et mycologique. Il est primordial pour s’assurer de la guérison et afin d’éviter les échecs thérapeutiques et les récidives. La durée usuelle du traitement est de 4 à 8 semaines.

La culture mycologique permet de contrôler la bonne résolution de l’infection. Il est recommandé d’effectuer deux cultures de contrôle à un mois d’écart afin de confirmer la guérison. Néanmoins, en l’absence de lésion, et en cas de première culture négative on peut considérer une guérison dans 90% des cas [6].

Bibliographie

1. Moriello, K.A., Coyner, K., Paterson, S. and Mignon, B. (2017), Diagnosis and treatment of dermatophytosis in dogs and cats.. Vet Dermatol, 28: 266-e68
2. Dong, C., Angus, J., Scarampella, F. and Neradilek, M. (2016), Evaluation of dermoscopy in the diagnosis of naturally occurring dermatophytosis in cats. Vet Dermatol, 27: 275-e65. 
3. Moriello KA. Immediate and residual antifungal activity of compounds used for whole body and adjuvant topical therapy against Microsporum canis: an in vitro study. Vet Dermatol. 2020 Aug;31(4):272-e64.
4. Moriello KA. Decontamination of 70 foster family homes exposed to Microsporum canis infected cats: a retrospective study. Vet Dermatol. 2019 Apr;30(2):178-e55.
5. Moriello KA. Decontamination of laundry exposed to Microsporum canis hairs and spores. J Feline Med Surg. 2016 Jun;18(6):457-61.
6. Stuntebeck RL, Moriello KA. One vs two negative fungal cultures to confirm mycological cure in shelter cats treated for Microsporum canis dermatophytosis: a retrospective study. J Feline Med Surg. 2020 Jun;22(6):598-601.

Les ectoparasitoses sont fréquentes chez le chien et le chat et sont souvent observées chez l’animal jeune. Le jeune pourrait être plus à risque de développer les mêmes parasitoses que l’adulte car il n’a pas encore reçu de traitement ou a un système immunitaire moins efficace.

Certaines ectoparasitose sont liées à un défaut d’hygiène, d’autres à une contamination environnementale, et enfin d’autres à l’âge.

Les ectoparasitoses les plus fréquentes chez le jeune animal sont la pulicose, la gale d’oreille et la cheylétiellose.

Selon l’origine du jeune, une pulicose peut être observée, parfois avec une infestation massive de puces. La conséquence de ces infestations massives peut être importante : anémie, transmissions de bartonellose ou de Dipylidium caninum par exemple. Les animaux sont présentés pour démangeaisons, mauvaise qualité de pelage ou observation de puces par le propriétaire. Il est facile d’observer les puces et leurs déjections sur les jeunes animaux, un brossage permet de confirmer la présence des déjections.

La gale d’oreille est une affection contagieuse due à Otodectes cynotis. Elle se caractérise par un prurit auriculaire plus ou moins marqué associé à la présence de cérumen noirâtre, sec, en quantité excessive. La mise en évidence du parasite se fait par examen direct de cérumen après écouvillonnage du conduit auditif externe avec un coton tige ou une curette.

La cheylétiellose est une dermatose contagieuse et zoonotique due à la présence de cheyletiella sp. qui atteint surtout les jeunes et les animaux fragilisés. Elle se caractérise par l’apparition de nombreuses squames blanchâtres sur le dos de l’animal, parfois accompagnées de prurit. L’observation de ces squames au microscope, après un brossage, permet de confirmer la présence du parasite.

Dans les ectoparasitoses moins fréquentes liées à un défaut d’hygiène, on trouve la phtiriose et l’ankylostomose.

Les poux sont des insectes spécifiques d’espèces qui se transmettent par contact direct essentiellement, même si la contamination indirecte est possible. L’infestation par les poux, ou phtiriose, est rare mais encore visible chez certains animaux : les jeunes, les âgés et les immunodéprimés. Elle est à l’origine de démangeaisons, d’un squamosis marqué et d’une mauvaise qualité de pelage. Les lentes et les poux peuvent être observés macroscopiquement. La confirmation d’une phtiriose se fait par observation directe au microscope des poux ou des lentes suite à un scotch test ou un brossage.

L’ankylostomose est une affection due à l’infestation par Ancylostoma caninum ou Uncinaria stenocephala due à un défaut d’hygiène. Les larves de ces parasites sont présentes dans les selles et peuvent traverser la peau des animaux. Les chiens se couchant sur un sol contaminé sont à risque (chenil mal entretenu, chien attaché au bout d’une chaîne …). Les lésions sont visibles sur les coussinets qui sont épaissis, fissurés et sur les zones peu velues en contact avec les sols qui sont alopéciques, érythémateuses et excoriées. Un prurit intense est présent. Une anémie peut être présente chez le chiot. Le diagnostic repose sur l’observation du parasite : coproscopie, examen histopathologique de biopsies cutanées.

Les ectoparasitoses liés à l’environnement sont la gale sarcoptique, la trombiculose, la straelensiose et la présence de tiques ou de Dermanyssus gallinae. Ces dermatoses sont plus rares chez les très jeunes animaux pour lesquels les balades sont bien encadrées et qui ne sortent encore pas beaucoup. Elles apparaissent chez les jeunes qui commencent à sortir seuls (chats) ou les animaux de chasse ou sortis en forêt sans laisse.

La gale sarcoptique est une dermatose zoonotique liée à la présence de sarcoptes scabei, acarien très présent chez les renards et transmis au chien de manière directe et indirecte. Cliniquement on observe des lésions secondaires à des démangeaisons intenses et des croûtes sur le bord libre des oreilles, la pointe des coudes et des jarrets. Ces lésions peuvent se généraliser. Le diagnostic repose sur l’observation du parasite : raclage cutané, sérologie (en cas de forte suspicion et raclage négatif).

Les trombiculidés : aoûtats et straelensiose peuvent parasiter les jeunes qui sortent. Les aoûtats sont retrouvés sur tout le territoire français, surtout en fin d’été, alors que la straelensiose n’est présente que dans le sud de la France. C’est la larve de Trombicula automnalis, présente dans l’environnement, qui contamine l’animal. Elle se nourrit puis quitte son hôte. Sa présence peut être à l’origine de démangeaisons sévères. Il est possible d’observer les larves d’aoûtats qui ressemblent à des petits points orangés macroscopiquement. Leur présence sera confirmée au microscope après récupération de ces petits points par scotch test ou raclage superficiel. La straelensiose est due à la contamination par les larves présentes dans l’environnement (contaminé par les renards) qui s’enkystent dans les follicules pileux. Les chiens de chasse sont les plus touchés et sont présentés pour l’apparition soudaine de nombreuses papules folliculaires, douloureuses, fermes et crouteuses. Le diagnostic repose sur l’observation du parasite par le biais de raclages profonds ou d’examens histopathologiques de biopsies cutanées.

Les tiques sont facilement observées par les propriétaires qui les retirent eux-mêmes à l’aide de pince spéciale. Il est possible d’en voir de façon fortuite lors de consultation. Le diagnostic est clinique et aisé. Les tiques vivent sur les herbes et se fixent sur les animaux qui passent à leur portée. Elles peuvent transmettre une maladie pouvant être mortelle pour le chien, la babésiose (ou piroplasmose) et l’ehrlichiose.

Un animal ne peut être atteint par le poux rouge (dermanyssus gallinae) que s’il est en contact avec des volailles. Cet acarien se transmet de manière indirecte par le milieu de vie des volailles et a un passage rapide sur l’animal, il n’est donc pas toujours facile de le mettre en évidence lors de la consultation. Le jeune est alors présenté pour une dermatose prurigineuse peu spécifique.

Enfin, la démodécie se développe plus facilement chez le jeune, en lien avec son statut immunitaire peu efficace.

Les demodex sp. sont transmis aux chiots et chatons, dès la naissance, par leur mère et les Demodex sp. font donc partie de leur flore commensale. Chez les chiens de moins de 6 mois, la démodécie peut se développer sous la forme de lésions alopéciques, circulaires, bien délimitées, avec des comédons ou des manchons pilaires. Ces lésions peuvent se résoudre spontanément ou peuvent s’étendre et nécessitent alors un traitement. L’examen de choix pour mettre en évidence ces acariens est le raclage cutané jusqu’à la rosée sanguine, il est également possible de réaliser une trichoscopie ou un scotch test après avoir appliqué une forte pression sur la zone d’intérêt.  Cette dermatose devient de plus en plus rare (mais reste présente) depuis l’apparition des isoxazolines comme antiparasitaires utilisés en entretien.

De nombreux traitements antiparasitaires possèdent une AMM permettant de traiter les animaux de plus de 2 mois. Pour les très jeunes, le fipronil en spray a une AMM contre les puces, les tiques et les poux. Il est également intéressant pour le traitement de la cheylétiellose. La sélamectine permet de traiter les animaux de moins de 2,5kg, âgé de plus de 6 semaines et a une action sur les puces, les poux, Otodectes cynotis et Sarcoptes scabei. La perméthrine associée à l’imidaclopride permet de traiter des chiots de plus de 7 semaines et pesant au moins 1,5kg. Les isoxazolines ne doivent pas être administrées aux chiens âgés de moins de 8 semaines ou pesant moins de 2 kg (ou moins de 1,3 kg pour le lotilaner), ni aux chats âgés de moins de 11 semaines (ou moins de 8 semaines pour l'ésafoxolaner) ou pesant moins de 1,2 kg (ou moins de 0,8 kg pour l'ésafoxolaner). Elles ont une action sur la démodécie, la gale sarcoptique, les tiques, les puces et la gale d’oreille.

Bibliographie

1. Combarros D et coll. Comparison of three methods for the diagnosis of otoacariasis due to Otodectes cynotis in dogs and cats. Vet Dermatol. 2019 Aug;30(4):334-e96.
2. Greve JH, Gaafar SM. Natural transmission of Demodex canis in dogs. J Am Vet Med Assoc 1966;148:1043-5.
3. Seixas F et coll. Dermatitis in a dog induced by Straelensia cynotis: a case report and review of the literature. Vet Dermatol. 2006 Feb;17(1):81-4.
4. Chadwick AJ. Use of a 0.25 per cent fipronil pump spray formulation to treat canine cheyletiellosis. J Small Anim Pract. 1997 Jun;38(6):261-2.